Jak nieświadomie wspieramy oporność mikrobów – zagrożenia wynikające z niewłaściwego używania substancji biobójczych

Co wpływa na efektywność dezynfekcji?

Na skuteczność dezynfekcji oddziałuje wiele zmiennych, takich jak: rodzaj powierzchni, ilość i rodzaj zanieczyszczeń (czynniki środowiskowe), czynniki biologiczne oraz cechy użytych dezynfektantów [10]. Na działanie danego preparatu mogą wpływać m.in.: czas kontaktu z powierzchnią, stężenie roztworu, rodzaj substancji aktywnych i występowanie substancji pomocniczych. Z kolei za czynniki biologiczne uznaje się gatunek drobnoustroju i jego naturalną oporność na konkretny związek. Warto zaznaczyć, że najbardziej oporne są priony oraz przetrwalniki bakteryjne. Z kolei wirusy otoczkowe charakteryzują się najmniejszą opornością. Czynnikami środowiskowymi są: temperatura, pH, ilość i rodzaj zanieczyszczeń czy rodzaj powierzchni [37]. Mimo tego, że dezynfekcja wydaje się być prostą czynnością, podczas tego procesu może wystąpić wiele błędów. Do nieprawidłowych praktyk zalicza się np.: nieumycie danej powierzchni przed jej zdezynfekowaniem, zbyt krótki czas kontaktu między dezynfekowaną powierzchnią a biocydem, jak również korzystanie z dezynfektantów bez uwzględnienia zasad podanych przez producenta. Ponadto trzeba także pamiętać, że stosowanie przez zbyt długi czas preparatów dezynfekcyjnych, posiadających w składzie związki będące w tej samej grupie substancji chemicznych, także może powodować zmniejszoną wrażliwość drobnoustrojów na biocydy [10, 38, 39]. Niemniej jednak użycie nieodpowiednich stężeń preparatów przeciwdrobnoustrojowych wydaje się być największym zagrożeniem podczas przeprowadzania dezynfekcji. Należy dodać, że wiele preparatów jest projektowanych w taki sposób, aby ich finalne stężenie znacznie przewyższało wartości dawek mających działanie letalne. Natomiast istnieje ryzyko rozcieńczenia danego preparatu, np. poprzez pozostawienie pewnej ilości wody po przeprowadzonym wcześniej myciu. Środki biobójcze mogą także zostać rozcieńczone przez bariery fizyczne czy pozostałości materii organicznej. Powyższe czynniki powodują nie tylko rozcieńczenie danego preparatu, ale także inaktywację składników aktywnych. Na skutek tego bakterie mogą być wystawiane na wpływ niewielkich, subletalnych stężeń środków dezynfekujących [10, 40].

Nieprawidłowo przeprowadzona dezynfekcja i jej konsekwencje

Wyżej opisane warunki są dla bakterii presją selekcyjną, która powoduje wytwarzanie mechanizmów adaptacyjnych warunkujących tolerancję lub oporność na dezynfektanty i antybiotyki. Wykształcenie mechanizmów obronnych skutkuje zmniejszeniem się stężenia biocydu, a tym samym jego nieprawidłowym działaniem i nienaruszeniem komórek bakteryjnych [27]. Ponadto bakterie mogą mieć też wówczas możliwość naprawy ewentualnych uszkodzeń wyrządzonych przez toksyczną substancję. Po ekspozycji na biocyd u drobnoustrojów zauważa się m.in. remodeling błon komórkowych i zmianę składu białek błonowych, zawartości fosfolipidów czy kwasów tłuszczowych [27, 41]. Co więcej, bakterie mogą wykazywać oporność na środki dezynfekcyjne poprzez zmianę miejsca target, nadekspresję pomp efflux czy zredukowaną ekspresję poryn. Ponadto bakterie wytwarzają biofilmy mogące chronić je przed szkodliwym działaniem dezynfektantów [29, 42-44]. Niestety istnieją liczne doniesienia świadczące o tym, że długotrwałe poddawanie mikroorganizmów działaniu subinhibitorowych stężeń bójczych substancji może skutkować wykształceniem się u nich oporności nie tylko na dany związek. Zaznacza się możliwość pojawienia fenotypów o zmniejszonej wrażliwości lub braku wrażliwości na antybiotyki bez uprzedniego kontaktu z nimi. Zjawisko to znane jest jako oporność krzyżowa [10, 39, 45, 46].

Naukowcy donoszą o wielu dowodach świadczących o oporności krzyżowej między różnymi biocydami, a także antybiotykami. Zjawisko to może stanowić zagrożenie dla zdrowia publicznego, bo wiele patogennych drobnoustrojów przenoszonych jest przez żywność [47].

Rosa Capita i in. w swojej pracy opublikowanej w 2019 r. określili wpływ niskich dawek biocydów na oporność na substancje przeciwdrobnoustrojowe i biofilmy Yersinia enterocolitica i Cronobacter sakazakii. Bakterie te spożyte z zakażonymi produktami mogą powodować zakażenia układu pokarmowego. Drobnoustroje podczas badań były poddawane działaniu wzrastających subinhibitorowych stężeń biocydów. Odnotowano u nich adaptację do badanych preparatów o niskich stężeniach. Ponadto stwierdzono u nich także wzrost minimalnych stężeń hamujących badane związki w porównaniu do stężenia MIC przed rozpoczęciem badań. Co więcej, po poddawaniu bakterii działaniu wzrastających podprogowych stężeń, zaobserwowano u nich zmniejszoną wrażliwość, a nawet oporność na niektóre antybiotyki, m.in. na: cefokstynę, cefotaksym i cyprofloksacynę. Warto dodać, że przed ekspozycją na biocyd oporności te nie były wykazane [48]. Zagrożenie dla zdrowia publicznego, jakim może być stosowanie substancji biobójczych w zbyt niskich stężeniach, potwierdziły także badania nad Escherichia coli ATCC 12806. Szczep ten również był poddawany rosnącym stężeniom podprogowym trzech biocydów często używanych w zakładach przemysłu spożywczego. Po ekspozycji bakterie te wykazały tolerancję na te substancje. Zaobserwowano u nich także zmniejszoną wrażliwość na kilka antybiotyków, m.in.: aminoglikozydy, chinolony i cefalosporyny. Ponadto u E. coli odnotowano zwiększone wytwarzanie biofilmów na płytkach polistyrenowych [49]. Istnieją doniesienia, że chlorek benzalkoniowy, czyli jedna z najbardziej popularnych substancji będących składnikiem środków dezynfekcyjnych, ale też kosmetyków, może przyczyniać się do rosnącej niewrażliwości wielu bakterii (jeśli jest on używany w niewłaściwych stężeniach). Zaraportowano, że metycylinooporne Staphylococcus aureus (MRSA) po czasie adaptacji do chlorku benzalkoniowego podwoiły MIC tej substancji dwukrotnie. Ponadto zauważono też większe stężenia MIC dla: oksacyliny, cefazoliny i ofloksacyny. Z kolei po piętnastodniowej ekspozycji na chlorek minimalne stężenie hamujące u Campylobacter coli wzrosło czterokrotnie [50].

Jednak skutkiem przetrwania dezynfekcji przez bakterie może być nie tylko oporność na dezynfektanty czy antybiotyki, ale także zwiększona wirulencja. Badania Romeu i in. wykazały, że komórki bakteryjne Salmonella Enteritidis szczepu NCTC 13349 pochodzące z biofilmu, po narażeniu ich na działanie środków dezynfekujących, mogą mieć zwiększoną zdolność do tworzenia biofilmu. Ponadto zauważono także nadmierną ekspresję genów zjadliwości i tych, które odpowiadają za odpowiedź na stres, co może wpłynąć na zwiększenie zjadliwości Salmonella w przypadku zainfekowania człowieka [47].

Powyższe krótkie opisy wyników badań to tylko nieliczne przykłady testów przeprowadzonych przez naukowców w celu zweryfikowania korelacji dezynfekcji ze zmniejszoną wrażliwością na substancje przeciwdrobnoustrojowe, w tym antybiotyki [51]. Popularność tej tematyki świadczy o powadze problemu wzrastającej oporności bakterii.

Wyniki wielu eksperymentów naukowych zwracają naszą uwagę na zagrożenia wynikające z niepoprawnego używania substancji biobójczych. Obserwuje się, że narażenie na rosnące subletalne stężenia biocydów (wliczając w to konserwanty żywności i pasz, środki odkażające i dezynfekujące) skutkuje u bakterii opornością na antybiotyki. Zważywszy na obecne, jak i potencjalne dalsze skutki wzrastającej oporności drobnoustrojów na środki biobójcze, niezwykle istotne jest lepsze zrozumienie mechanizmów leżących u podstaw nabywania oporności.

Piśmiennictwo

1. Kwiatkowski Z. A. Ludwik Pasteur (1892-1895). Życie i dzieło. „Post. Mikrobiol. „, 1994, 33(1):3-9.
2. Jessney B. Joseph Lister (1827-1912): a pioneer of antiseptic surgery remembered a century after his death. „J Med Biogr”. 2012, 20(3):107-10.
3. Lindsey F. Rzeźnicy i lekarze. Makabryczny świat medycyny i rewolucja Josepha Listera. Warszawa; Społeczny Instytut Wydawniczy Znak. 2018.
4. Blevins S.M. i Bronze M.S. Robert Koch and the ‘golden age’ of bacteriology. Int. J. Infect. Dis. 2010. 14 (9): 744 – 751.
5. Lobanovska M., Pilla G. Penicillin’s Discovery and Antibiotic Resistance: Lessons for the Future? Yale J Biol Med. 2017, 90(1):135-145.
6. Lu J., Guo J. Disinfection spreads antimicrobial resistance. Science. 2021, 371(6528): 474.
7. Bengoechea J.A., Bamford C.G. SARS-CoV-2, bacterial co-infections, and AMR: the deadly trio in COVID-19? EMBO Mol Med. 2020, 12(7): e12560.
8. Merchel Piovesan Pereira B., Wang X., Tagkopoulos I. Biocide-Induced Emergence of Antibiotic Resistance in Escherichia coli. Front Microbiol. 2021, 12:640923.
9. Futoma-Kołoch B., Książczyk M. Oporność bakterii na środki dezynfekcyjne. Laboratorium – Przegląd Ogólnopolski. 2013, 9-10: 11-13.
10. Książczyk M. i wsp. Oddziaływanie związków dezynfekcyjnych na komórki bakteryjne w kontekście bezpieczeństwa higieny i zdrowia publicznego. Post. Hig. Med. Dosw. 2015, 69: 1042-1055.
11. Mc Carlie S., Boucher C.E., Bragg R.R. Molecular basis of bacterial disinfectant resistance. Drug Resist Updat. 2020, 48:100672.
12. Maganha de Almeida Kumlien A.C., Borrego C.M., Balcázar J.L. Antimicrobial Resistance and Bacteriophages: An Overlooked Intersection in Water Disinfection. Trends Microbiol. 2021, 29(6): 517-527.
13. Ukuhor H.O. The interrelationships between antimicrobial resistance, COVID-19, past, and future pandemics. J Infect Public Health. 2021, 14(1):53-60.
14. Knight G.M. i wsp. Antimicrobial resistance and COVID-19: Intersections and implications. Elife. 2021, 10:e64139.
15. Porowski M. Dezynfekcja – mity i fakty. 2015.
16. Pankey G.A., Sabath L.D. Clinical relevance of bacteriostatic versus bactericidal mechanisms of action in the treatment of Gram-positive bacterial infections. Clin Infect Dis. 2004, 38(6):864-70.
17. Nemeth J., Oesch G., Kuster S.P. Bacteriostatic versus bactericidal antibiotics for patients with serious bacterial infections: systematic review and meta-analysis. J Antimicrob Chemother., 2015, 70(2): 382-95.
18. Denyer S.P. Mechanisms of action of antibacterial biocides. Int. Biodeterior. Biodegradation., 1995, 36(3–4): 227-245.
19. Krzyżewska E. i wsp. Modyfikacje struktur komórkowych mikroorganizmów wywołane działaniem biocydów. Post. Mikrobiol., 2015, 54(4): 380-391.
20. Libudzisz Z., Kowal K., Żakowska Z. Mikrobiologia techniczna. Tom 2. Mikroorganizmy w biotechnologii, ochronie środowiska i produkcji żywności. Warszawa; Wydawnictwo Naukowe PWN. 2009.
21. Gilbert P., McBain A. J. Potential impact of increased use of biocides in consumer products on prevalence of antibiotic resistance. Clin. Microbiol. Rev. 2003, 16(2): 189-208.
22. Izydorczak M., Stefańska J. Środek przeciwdrobnoustrojowy triclosan –działanie, zastosowanie i zagrożenia. Biuletyn Wydziału Farmaceutycznego Akademii Medycznej w Warszawie, 2007, 2: 13-17.
23. Juzwa W. i wsp. Investigation of the effectiveness of disinfectants against planktonic and biofilm forms of P. aeruginosa and E. faecalis cells using a compilation of cultivation, microscopic and flow cytometric techniques. Biofouling, 2015, 31(7): 587–597.
24. Merlin C. Reducing the consumption of antibiotics: would that be enough to slow down the dissemination of resistances in the downstream environment? Front. Microbiol., 2020,11: 33.
25. Tamma P.D, Cosgrove S.E. Antimicrobial stewardship. Infect Dis Clin North Am. 2011, 25(1):245-60.
26. Weber D.J., Rutala W.A., Sickbert-Bennett E.E. Use of germicides in health care settings-is there a relationship between germicide use and antimicrobial resistance: A concise review. Am J Infect Control. 2019, 47S:A106-A109.
27. Maillard J.Y. Resistance of Bacteria to Biocides. Microbiol Spectr. 2018, 6(2).
28. Gnanadhas D.P., Marathe S.A., Chakravortty D. Biocides–resistance, cross-resistance mechanisms and assessment. Expert Opin Investig Drugs. 2013, 22(2):191-206.
29. McDonnell G., Russell A.D. Antiseptics and disinfectants: activity, action, and resistance. Clin Microbiol Rev. 1999, 12(1):147-79.
30. Wales A.D., Davies R.H. Co-Selection of Resistance to Antibiotics, Biocides and Heavy Metals, and Its Relevance to Foodborne Pathogens. Antibiotics (Basel). 2015, 4(4):567-604.
31. Ustawa z dnia 13 września 2002 r. o produktach biobójczych – Dz.U. nr 175, poz. 1433 z późn. zm. https://isap.sejm.gov.pl/isap.nsf/download.xsp/WDU20021751433/T/D20021433L.pdf (dostęp 03.07.2022)
32. Rozporządzenie Parlamentu Europejskiego i Rady UE nr 528/2012 z 22 maja 2012 r. https://eur-lex.europa.eu/legal-content/PL/TXT/?uri=CELEX%3A32012R0528 (dostęp 03.07.2022)
33. Biegaj M. Oktenidyna w leczeniu ran. Farmacja współczesna, 2017, 10: 107-110.
34. Bartoszewicz M., Junka A. Zalety i wady antyseptyków stosowanych w profilaktyce i leczeniu infekcji ran oparzeniowych – okiem mikrobiologa. Chirurgia plastyczna i oparzenia., 2016, 4 (2): 71– 75.
35. http://www.cfsph.iastate.edu/Disinfection/Assets/Disinfection101.pdf (dostęp 03.07.2022)
36. https://www.ekologia.pl/wiedza/slowniki/leksykon-ekologii-i-ochrony-srodowiska/detergenty (dostęp 03.07.2022)
37. Rӧhm-Rodowald E. Mycie i dezynfekcja. Część I. 2012.
38. Waddilove J. Cleaning and disinfection failures – why do they happen? 2010. https://www.pig333.com/articles/cleaning-and-disinfection-failures-%E2%80%93-why-do-they-happen_3286/ (dostęp 03.07.2022)
39. Futoma-Kołoch B. i wsp. The risk of Salmonella resistance following exposure to common disinfectans: an emerging problem. Biol. int. 2013, 53, 54-66.
40. Braoudaki M., Hilton A.C. Low level of cross-resistance between triclosan and antibiotics in Escherichia coli K-12 and E. coli O55 compared to E. coli O157. FEMS Microbiol Lett. 2004, 235(2):305-9.
41. Alonso-Calleja C. i wsp. Adaptation and cross-adaptation of Escherichia coli ATCC 12806 to several foodgrade biocides. Food Control, 2015, 56:86–94.
42. Ozkan A. Disinfectants as a double-edged sword: Are disinfectants promoting antimicrobial resistance? Catalyst, 2019, 3(1).
43. Chojecka A. i wsp. Wpływ substancji antybakteryjnych na rozprzestrzenianie się oporności bakterii. Przegl Epidemiol, 2010, 64: 513 – 517.
44. Fernández-Cuenca F. i wsp. Reduced susceptibility to biocides in Acinetobacter baumannii: association with resistance to antimicrobials, epidemiological behaviour, biological cost and effect on the expression of genes encoding porins and efflux pumps. J Antimicrob Chemother. 2015, 70(12):3222-9.
45. Andersson D.I., Hughes D. Microbiological effects of sublethal levels of antibiotics. Nat Rev Microbiol. 2014, 12(7):465-78.
46. Mc Cay P.H., Ocampo-Sosa A.A., Fleming G.T.A. Effect of subinhibitory concentrations of benzalkonium chloride on the competitiveness of Pseudomonas aeruginosa grown in continuous culture. Microbiology (Reading). 2010, 156:30-38.
47. Romeu MJ, Rodrigues D, Azeredo J. Effect of sub-lethal chemical disinfection on the biofilm forming ability, resistance to antibiotics and expression of virulence genes of Salmonella Enteritidis biofilm-surviving cells. Biofouling. 2020 Jan;36(1):101-112.
48. Capita R. i wsp. Effect of low doses of biocides on the antimicrobial resistance and the biofilms of Cronobacter sakazakii and Yersinia enterocolitica. Sci. Rep. 2019, 9, 15905.
49. Capita R. i wsp. Exposure of Escherichia coli ATCC 12806 to sublethal concentrations of food-grade biocides influences its ability to form biofilm, resistance to antimicrobials, and ultrastructure. Appl Environ Microbiol. 2014, 80(4):1268-80.
50. Merchel Piovesan Pereira B., Tagkopoulos I. Benzalkonium Chlorides: Uses, Regulatory Status, and Microbial Resistance. Appl Environ Microbiol. 2019, 85(13):e00377-19.
51. Kampf G. Biocidal Agents Used for Disinfection Can Enhance Antibiotic Resistance in Gram-Negative Species. Antibiotics (Basel). 2018, 7(4):110.

mgr Dominika Sosińska