Derywatyzacja w chromatografii gazowej. Ocena skuteczności procedur w analityce związków pochodzenia naturalnego i zanieczyszczeń środowiska

Tylko jednoczesne uwzględnienie struktury powstających pochodnych, ocena ilościowa wydajności reakcji, dobranie najkorzystniejszych warunków jej prowadzenia oraz bezpośrednie porównanie z innymi procedurami z zastosowaniem tych samych próbek rzeczywistych pozwalają na opracowanie metody, dzięki której uzyskane wyniki będą wystarczające wiarygodne i możliwe do porównania z danymi opublikowanymi przez innych autorów.

W pierwszej części artykułu („Laboratorium – Przegląd Ogólnopolski”, 3/2020) został przedstawiony krótki przegląd najczęściej stosowanych grup reakcji syntezy pochodnych, odczynników chemicznych przydatnych w modyfikowaniu poszczególnych grup funkcyjnych związków organicznych oraz podstawowych celów prowadzenia procesu derywatyzacji. Część druga zostanie poświęcona warunkom prowadzenia reakcji, zasadom doboru tych warunków oraz optymalizacji całego procesu.

Wybrane procedury syntezy pochodnych dla próbek rzeczywistych

Jak wspomniano już w poprzedniej części artykułu, warunki prowadzenia procesu derywatyzacji są zmienne i zależne zarówno od typu pochodnej oraz użytych reagentów, jak i od struktury chemicznej oznaczanych substancji. Procedury syntezy pochodnych sililowych stosują zazwyczaj podwyższoną temperaturę, zaś reakcje acylowania często zachodzą już w temperaturze pokojowej. Estryfikacja wymaga z kolei bardzo zróżnicowanego podejścia, w zależności od stosowanych odczynników chemicznych.

Krótki przegląd opisanych w literaturze procedur derywatyzacji różnych związków organicznych (kwasów karboksylowych, aminokwasów, wybranych leków przeciwzapalnych, steroidów oraz alkaloidów) zamieszczono w tab. 1.

Reakcje syntezy pochodnych TMSi oraz TBDMSi zazwyczaj są prowadzone w temperaturze od 30 do 90°C oraz czasie od 10 do 90 minut [14, 24, 33, 34, 36, 37]. W niektórych przypadkach do uzyskania zadowalającej wydajności reakcji potrzebne są jednak warunki znacznie mniej łagodne – przykładowo synteza pochodnych TMSi szeregu hormonów steroidowych wymagała prowadzenia reakcji w temperaturze 110°C przez całą noc (ok. 10-12 godzin) [35], zaś analogiczna reakcja dla aminokwasów zachodziła przez 4 godziny w temperaturze aż 135°C [26]. Choć w wielu przypadkach sililowanie prowadzi się bez obecności żadnego środowiska reakcji, niektórzy autorzy sugerują zastosowanie izooktanu [24], pirydyny [34] lub acetonitrylu [26], przy czym rozpuszczalniki te nie mogą zawierać wody. Podobne zróżnicowanie w raportowanych procedurach dotyczy syntezy estrów metylowych, przy czym zastosowanie TMSD wymaga środowiska reakcji o określonym składzie (metanol oraz rozpuszczalnik niepolarny), a jego zmiana może prowadzić do powstawania niepożądanych produktów ubocznych reakcji [13]. Na tle opisanych procedur krótkim czasem reakcji charakteryzują się reakcje acylowania przy użyciu bezwodników stosunkowo mocnych kwasów perfluorowanych – w skrajnych przypadkach reakcja zachodzi natychmiast [37]. Wadą zastosowania tych reagentów jest powstawanie stosunkowo żrących i korozyjnych produktów ubocznych reakcji.

Dobór warunków i optymalizacja procesu derywatyzacji

Pierwszym i niezbędnym krokiem w opracowaniu skutecznej procedury derywatyzacji jest określenie, czy oznaczane związki w reakcji z zaplanowanym do użycia odczynnikiem ulegają przekształceniu w pożądaną pochodną. Zazwyczaj pojawienie się w mieszaninie ubocznych produktów reakcji dyskwalifikuje procedurę, choć w niektórych przypadkach występowanie tzw. artefaktów jest trudne do uniknięcia. Celem dobrze zaplanowanej reakcji derywatyzacji jest uzyskanie jednego sygnału chromatograficznego, odpowiadającego produktowi o zdefiniowanej strukturze. W nielicznych przypadkach, dopuszczalne są odstępstwa od tej zasady. Omówiona w pierwszej części artykułu dwuetapowa synteza pochodnych mono- i disacharydów [19, 20] pozwala na zredukowanie liczby sygnałów chromatograficznych z pięciu do dwóch w przypadku większości monosacharydów, co w mieszaninach o stosunkowo prostym składzie pozwala na wiarygodną identyfikację oraz analizę ilościową (chromatogram z takiej analizy przedstawiono na rys. 1). Poza wspomnianymi wymogami znaczenie w ocenie procedury mają także czas wykonania oraz jej całkowity koszt.

Kolejnym etapem oceny skuteczności zastosowanej procedury jest określenie wpływu warunków prowadzenia reakcji na wyniki analizy ilościowej. Jako że wiarygodna ocena rzeczywistej wydajności reakcji jest często trudna, w praktyce stosuje się zazwyczaj wielkości względne. Wygodnym parametrem jest względny współczynnik odpowiedzi (RRF, relative response factor), przy wyznaczaniu którego stosuje się identyczne masy substancji badanej oraz innego związku chemicznego, który nie ulega ocenianej reakcji. Wysokie wartości RRF pozwalają na obniżenie wartości granicy wykrywalności (LOD, limit of detection) oraz oznaczalności (LOQ, limit of quantification), co jest szczególnie wskazane przy oznaczaniu związków obecnych w próbkach w bardzo niskich stężeniach. Takie podejście zastosowano między innymi w ocenie skuteczności derywatyzacji niesteroidowych leków przeciwzapalnych i hormonów steroidowych [14, 34] oraz kwasów tłuszczowych [33], stosując jako wzorzec odpowiednio syntetyczny 2-metyloantracen oraz n-eikozan. Poza wysoką wartością RRF pożądane jest także uzyskanie wysokiej powtarzalności procedury manifestującej się niską wartością względnego odchylenia standardowego wartości RRF przy analizie niezależnie przygotowanych prób, co zapewnia możliwie wysoką precyzję oznaczenia [33]. W skrajnych przypadkach uzyskanie choć w przybliżeniu ilościowej derywatyzacji wymaga jednak zastosowania wyjątkowo długotrwałych procedur. W tab. 1 sygnalizowana była konieczność wielogodzinnej syntezy pochodnych TMSi niektórych hormonów steroidowych [35]. Czas wymagany do zakończenia reakcji bardzo silnie zależy od struktury związku oznaczanego i wielkości zawady sterycznej w bezpośrednim otoczeniu poddawanej reakcji grupy funkcyjnej. W przypadku steroidów, w zależności od tego parametru, czas trwania reakcji waha się pomiędzy 15 minutami w temperaturze pokojowej a nawet 60 godzinami w temperaturze 140°C [38].

Zgodnie z definicją, optymalizacja procesu polega na znalezieniu ekstremum zadanej funkcji celu. W omawianym przypadku będzie to możliwie wysoka wydajność reakcji przy jednoczesnym zachowaniu jej powtarzalności i uniknięciu powstawania produktów ubocznych. Z tego punktu widzenia nie można nazwać optymalizacją postępowania polegającego na porównaniu wyników prowadzenia procesu w kilku z góry określonych kombinacjach warunków (najczęściej jest to temperatura oraz czas reakcji), choć takie postępowanie jest częste i zwykle w pełni wystarczające. Spośród dotychczas omówionych przypadków w taki sposób ustalono najkorzystniejsze procedury derywatyzacji kwasów tłuszczowych [33], niesteroidowych leków przeciwzapalnych i hormonów steroidowych [14, 34], a także sacharydów [19]. W ostatnim wymienionym przypadku dodatkowo brano pod uwagę także środowisko prowadzenia reakcji. Nieco bardziej złożone podejście zastosowano przy doborze warunków prowadzenia reakcji syntezy pochodnych alkiloamin obecnych w winie przy zastosowaniu pentafluorobenzaldehydu [39]. Poza czasem i temperaturą reakcji uwzględniono także pH środowiska reakcji oraz stężenie reagenta. Co istotne, wykazano bezsprzecznie, że wzrastające temperatura oraz czas reakcji wpływały negatywnie na jej wydajność. W podobny sposób oceniono skuteczność derywatyzacji hormonów steroidowych przy zastosowaniu różnych odczynników oraz warunków reakcji [40], a także sacharydów w tkankach roślin, biorąc pod uwagę stężenie reagentów oraz czas reakcji [41]. Nieco bardziej zaawansowane podejście zastosowano przy opracowaniu metody derywatyzacji szeregu steroidów – ocenie podlegało użycie trzech różnych odczynników sililujących przy zastosowaniu zróżnicowanej temperatury i czasu trwania procesu, środowiska reakcji oraz czynników wspomagających (np. promieniowanie mikrofalowe, ultradźwięki) [42].

Pełna optymalizacja procedury derywatyzacji wymaga zastosowania tzw. planu czynnikowego eksperymentu (np. modelu Box-Behnken), w którym uwzględnia się określoną liczbę poziomów dla każdej zmiennej (np. temperatura, czas reakcji, stężenie odczynników itp.). Drugim niezbędnym elementem jest wdrożenie określonego algorytmu postępowania i oceny uzyskanych wyników, np. metody powierzchni odpowiedzi (RSM, response surface methodology), co pozwala m.in. na statystyczną ocenę uzyskanego modelu. Tak zdefiniowaną pełną optymalizację procesu zastosowano m.in. przy derywatyzacji silnie toksycznych organicznych związków cyny w tkankach mięczaków [43], uwzględniając stężenie reagentów oraz warunki prowadzenia reakcji. Podobne podejście zostało opisane w przypadku oznaczania herbicydów z grupy chlorowanych kwasów fenoksykarboksylowych po reakcji metylowania z zastosowaniem TMSD, gdzie ocenie poddano czas i temperaturę reakcji oraz obecność metanolu w środowisku reakcji [44]. Optymalizacja syntezy pochodnych TMSi pentacyklicznych triterpenów w ekstraktach roślinnych obejmowała czas i temperaturę reakcji, a także zawartość pirydyny i katalizatora (TMCS) w środowisku reakcji [45]. Nieco bardziej złożony przypadek ekstrakcji i derywatyzacji szeregu związków polarnych z jabłek został opracowany przy użyciu dwuetapowej syntezy oksymów, a następnie pochodnych TMSi [46]. Optymalizacja obejmowała czas i temperaturę obu reakcji, a także udział reagentów stosowanych w obu procesach w środowisku reakcji. Tylko te nieliczne opisane przypadki jasno pokazują, że pełna optymalizacja procesu syntezy pochodnych jest dość skomplikowana w porównaniu z prostym doborem najbardziej korzystnych warunków reakcji. Jednocześnie daje jednak większe możliwości opracowania procedury zapewniającej wysoką jakość uzyskanych wyników analitycznych.

Porównanie skuteczności procedur w analizie próbek rzeczywistych

Opisane powyżej dobór warunków oraz optymalizacja reakcji derywatyzacji są często prowadzone przy użyciu wzorców, a dopiero tak opracowana procedura jest wdrażana do analiz prób rzeczywistych. Podejście takie, choć ułatwia pracę i ma pewne uzasadnienie, może nie sprawdzać się w przypadku analiz złożonych mieszanin związków, izolowanych z matryc o dużym stopniu skomplikowania. Dobrze przebadanym modelem, jasno ukazującym problemy związane z wiarygodną analizą ilościową, jest derywatyzacja kwasów tłuszczowych, zazwyczaj uwalnianych z lipidów z zastosowaniem hydrolizy zasadowej. Już wcześniej opisano występowanie niepożądanych produktów ubocznych podczas syntezy estrów metylowych kwasów tłuszczowych ze sprzężonymi wiązaniami podwójnymi [13]. Różnorodność procedur metylowania kwasów tłuszczowych, które wykazują różną podatność na potencjalne czynniki zakłócające reakcję, a także zastosowanie zarówno metod obejmujących hydrolizę, jak i bezpośrednią transmetylację kwasów związanych, powodują trudności w porównywaniu opublikowanych wyników analiz [47]. Analizy kwasów tłuszczowych z mleka oraz osocza krwi jasno wykazały, że o ile w przypadku większości metod możliwe jest porównywanie profilu kwasów tłuszczowych (skład względny mieszaniny), o tyle już pełna analiza ilościowa skutkuje wynikami bardzo rozbieżnymi – pomiędzy różnymi metodami uzyskane wyniki mogą różnić się nawet dwukrotnie [48, 49]. Procedury, które wymagają dodatkowej ekstrakcji uzyskanych pochodnych (np. metylowanie przy użyciu BF₃ w metanolu), w niektórych przypadkach mogą powodować znaczne straty związków oznaczanych [33, 49]. Sprawia to, że planując metodę analityczną, trzeba uwzględnić potencjalnie niższy odzysk w przypadku wielostopniowych procedur, i opracować wiarygodny sposób zniwelowania tego problemu. Porównanie licznych dostępnych metod derywatyzacji opioidowego leku przeciwbólowego buprenorfiny oraz jego metabolitu, oznaczanych często w próbkach osocza lub moczu, podkreśla z kolei zdolność tych związków do generowania różnych produktów reakcji z większością dostępnych odczynników: jedynie reakcje acylowania z użyciem bezwodnika octowego oraz syntezy pochodnych TMSi z zastosowaniem MSTFA pozwoliły na osiągnięcie zadowalających parametrów analiz ilościowych, przy jednoczesnym braku obecności niepożądanych artefaktów o różnej strukturze [50].

Przywołane powyżej przypadki, stanowiące zaledwie ułamek procedur opisanych w literaturze, wskazują jasno na konieczność uważnego opracowywania metod syntezy pochodnych do analiz GC. Tylko jednoczesne uwzględnienie struktury powstających pochodnych, ocena ilościowa wydajności reakcji, dobranie najkorzystniejszych warunków jej prowadzenia oraz bezpośrednie porównanie z innymi procedurami z zastosowaniem tych samych próbek rzeczywistych, pozwalają na opracowanie metody, dzięki której uzyskane wyniki będą wystarczające wiarygodne i możliwe do porównania z danymi opublikowanymi przez innych autorów.

Piśmiennictwo

1. Ahuja S.: Derivatization in gas chromatography. „Journal of Pharmaceutical Sciences”, 1976, 65, 163-182.
2. Orata F.: Derivatization reactions and reagents for gas chromatography analysis. „Advanced Gas Chromatography − Progress in Agricultural, Biomedical and Industrial Applications”, IntechOpen, 2012.
3. Halket J.M., Waterman D., Przyborowska A.M., Patel R.K.P., Fraser P.D., Bramley P.M.: Chemical derivatization and mass spectral libraries in metabolic profiling by GC/MS and LC/MS/MS. „Journal of Experimental Botany”, 2005, 56, 219-243.
4. Wells R.J.: Recent advances in non-silylation derivatization techniques for gas chromatography. „Journal of Chromatography A”, 1999, 843, 1-18.
5. Halket J.M., Zaikin V.G.: Derivatization in mass spectrometry − 5. Specific derivatization of monofunctional compounds. „European Journal of Mass Spectrometry”, 2005, 11, 127-160.
6. Halket J.M., Zaikin V.G.: Derivatization in mass spectrometry − 1. Silylation. „European Journal of Mass Spectrometry”, 2003, 9, 1-21.
7. Schummer C., Delhomme O., Appenzeller B.M.R., Wenning R., Millet M.: Comparison of MTBSTFA and BSTFA in derivatization reactions of polar compounds prior to GC/MS analysis. „Talanta”, 2009, 77, 1473-1482.
8. Little J.L.: Artifacts in trimethylsilyl derivatization reactions and ways to avoid them. „Journal of Chromatography A”, 1999, 844, 1-22.
9. Quéro A., Jousse C., Lequart-Pillon M., Gontier E., Guillot X., Courtois B., Courtois J., Pau-Roblot C.: Improved stability of TMS derivatives for the robust quantification of plant polar metabolites by gas chromatography − mass spectrometry. „Journal of Chromatography B”, 2014, 970, 36-43.
10. Liu K.S.: Preparation of fatty acid methyl esters for gas-chromatographic analysis of lipids in biological materials. „Journal of the American Oil Chemists’ Society”, 1994, 71, 1179-1187.
11. Halket J.M., Zaikin V.G.: Derivatization in mass spectrometry − 3. Alkylation (arylation). „European Journal of Mass Spectrometry”, 2004, 10, 1-19.
12. Aldai N., Murray B.E., Najera A.I., Troy D.J., Osoro K.: Derivatization of fatty acids and its application for conjugated linoleic acid studies in ruminant meat lipids. „Journal of the Science of Food and Agriculture”, 2005, 85, 1073-1083.
13. Park Y., Albright K.J., Cai Z.Y., Pariza M.W.: Comparison of methylation procedures for conjugated linoleic acid and artifact formation by commercial (trimethylsilyl)diazomethane. „Journal of Agricultural and Food Chemistry”, 2001, 49, 1158-1164.
14. Migowska N., Stepnowski P., Paszkiewicz M., Gołębiowski M., Kumirska J.: Trimethylsilyldiazomethane (TMSD) as a new derivatization reagent for trace analysis of selected non-steroidal anti-inflammatory drugs (NSAIDs) by gas chromatography methods. „Analytical and Bioanalytical Chemistry”, 2010, 397, 3029-3034.
15. van’t Erve T.J., Rautiainen R.H., Robertson L.W., Luthe G.: Trimethylsilyldiazomethane: A safe non-explosive, cost effective and less-toxic reagent for phenol derivatization in GC applications. „Environment International”, 2010, 36, 835-842.
16. Zaikin V.G, Halket J.M.: Derivatization in mass spectrometry − 2. Acylation. „European Journal of Mass Spectrometry”, 2003, 9, 421-434.
17. Kataoka H.: Derivatization reactions for the determination of amines by gas chromatography and their applications in environmental analysis. „Journal of Chromatography A”, 1996, 733, 19-34.
18. Mohamed K.M., Bakdash A.: Comparison of 3 Derivatization methods for the analysis of amphetamine-related drugs in oral fluid by gas chromatography-mass spectrometry. „Analytical Chemistry Insights”, 2017, 12, 1-16.
19. Rojas-Escudero E., Alarcón-Jiménez A.L., Elizalde-Galvan P., Rojo-Callejas F.: Optimization of carbohydrate silylation for gas chromatography. „Journal of Chromatography A”, 2004, 1027, 117-120.
20. Ruiz-Matute A.I., Rodríguez-Sánchez S., Sanz M.L., Martínez-Castro I.: Detection of adulterations of honey with high fructose syrups from inulin by GC analysis. „Journal of Food Composition and Analysis”, 2010, 23, 273-276.
21. Yoon H.R.: Two step derivatization for the analyses of organic, amino acids and glycines on filter paper plasma by GC-MS/SIM. „Archives of Pharmaceutical Research”, 2007, 30, 387-395.
22. Correia V.G., Bento A., Pais J., Rodrigues R., Haliński Ł.P., Frydrych M., Greenhalgh A., Stepnowski P., Vollrath F., King A.W.T., Silva Pereira C.: The molecular structure and multifunctionality of the cryptic plant polymer suberin. „Materials Today Bio”, 2020, 5, 100039.
23. Johnson S.B., Brown R.E.: Simplified derivatization for determining sphingolipid fatty acyl composition by gas chromatography-mass spectrometry. „Journal of Chromatography”, 1992, 605, 281-286.
24. Pietrogrande M.C., Bacco D., Mercuriali M.: GC-MS analysis of low-molecular-weight dicarboxylic acids in atmospheric aerosol: comparison between silylation and esterification derivatization procedures. „Analytical and Bioanalytical Chemistry”, 2010, 396, 877-885.
25. Harvey D.J.: Picolinyl esters as derivatives for the structural determination of long chain branched and unsaturated fatty acids. „Biomedical Mass Spectrometry”, 1982, 9, 33-38.
26. Sobolevsky T.G., Revelsky A.I., Miller B., Oriedo V., Chemetsova E.S., Revelsky I.A.: Comparison of silylation and esterification/acylation procedures in GC-MS analysis of amino acids. „Journal of Separation Science”, 2003, 26, 1474-1478.
27. Villas-Bôas S.G., Smart K.F., Sivakumaran S., Lane G.A.: Alkylation or silylation for analysis of amino and non-amino organic acids by GC-MS?. „Metabolites”, 2011, 1, 3-20.
28. Lourenço E.L.B., Ferreira A., Pinto E., Yonamine M., Farsky S.H.P.: On-fiber derivatization of SPME extracts of phenol, hydroquinone and catechol with GC-MS detection. „Chromatographia”, 2006, 63, 175-179.
29. Aresta A., Cotugno P., Zambonin C.: Solid-phase microextraction and on-fiber derivatization for assessment of mammalian and vegetable milks with emphasis on the content of major phytoestrogens. „Scientific Reports”, 2019, 9, 6398.
30. Caban M., Mioduszewska K., Stepnowski P., Kwiatkowski M., Kumirska J.: Dimethyl(3,3,3-trifluoropropyl)silyldiethylamine − A new silylating agent for the derivatization of β-blockers and β-agonists in environmental samples. „Analytica Chimica Acta”, 2013, 782, 75-88.
31. Caban M., Czerwicka M., Łukaszewicz P., Migowska N., Stepnowski P., Kwiatkowski M., Kumirska J.: A new silylation reagent dimethyl(3,3,3-trifluoropropyl)silyldiethylamine for the analysis of estrogenic compounds by gas chromatography-mass spectrometry. „Journal of Chromatography A”, 2013, 1301, 215-224.
32. Caban M., Mioduszewska K., Łukaszewicz P., Migowska N., Stepnowski P., Kwiatkowski M., Kumirska J.: A new silylating reagent − dimethyl(3,3,3-trifluoropropyl)silyldiethylamine – for the derivatisation of non-steroidal anti-inflammatory drugs prior to gas chromatography–mass spectrometry analysis. „Journal of Chromatography A”, 2014, 1346, 107-116.
33. Topolewska A., Czarnowska K., Haliński Ł.P., Stepnowski P.: Evaluation of four derivatization methods for the analysis of fatty acids from green leafy vegetables by gas chromatography. „Journal of Chromatography B”, 2015, 990, 150-157.
34. Migowska N., Caban M., Stepnowski P., Kumirska J.: Simultaneous analysis of non-steroidal anti-inflammatory drugs and estrogenic hormones in water and wastewater samples using gas chromatography–mass spectrometry and gas chromatography with electron capture detection. „Science of the Total Environment”, 2012, 441, 77-88.
35. Kotłowska A., Maliński E., Sworczak K., Kumirska J., Stepnowski P.: The urinary steroid profile in patients diagnosed with adrenal incidentaloma. „Clinical Biochemistry”, 2009, 42, 448-454.
36. Śramska P., Maciejka A., Topolewska A., Stepnowski P., Haliński Ł.P.: Isolation of atropine and scopolamine from plant material using liquid-liquid extraction and Extrelut® columns. „Journal of Chromatography B”, 2017, 1043, 202-208.
37. Laurila J., Laakso I., Väänänen T., Kuronen P., Huopalahti R., Pehu E.: Determination of solanidine- and tomatidine-type glycoalkaloid aglycons by gas chromatography/mass spectrometry. „Journal of Agricultural and Food Chemistry”, 1999, 47, 2738-2742.
38. Poole C.F.: Alkylsilyl derivatives for gas chromatography. „Journal of Chromatography A”, 2013, 1296, 2-14.
39. Ngim K.K., Ebeler S.E., Lew M.E., Crosby D.G., Wong J.W.: Optimized procedures for analyzing primary alkylamines in wines by pentafluorobenzaldehyde derivatization and GC-MS. „Journal of Agricultural and Food Chemistry”, 2000, 48, 3311-3316.
40. Kumirska J., Migowska N., Caban M., Plenis A., Stepnowski P.: Chemometric analysis for optimizing derivatization in gas chromatography-based procedures. „Journal of Chemometrics”, 2011, 25, 636-643.
41. Li K., Liu S., Tan Y., Chao N., Tian X., Qi L., Powell W.A., Jiang X., Gai Y.: Optimized GC-MS method to simultaneously quantify acetylated aldose, ketose, and alditol for plant tissues based on derivatization in a methyl sulfoxide/1-methylimidazole system. „Journal of Agricultural and Food Chemistry”, 2013, 61, 4011-4018.
42. Bowden J.A., Colosi D.M., Mora-Montero D.C., Garrett T.J., Yost R.A.: Enhancement of chemical derivatization of steroids by gas chromatography/mass spectrometry (GC/MS). „Journal of Chromatography B”, 2009, 877, 3237-3242.
43. Magi E., Liscio C., Di Carro M.: Multivariate optimization approach for the analysis of butyltin compounds in mussel tissues by gas chromatography–mass spectrometry. „Journal of Chromatography A”, 2008, 1210, 99-107.
44. Ranz A., Korpecka J., Lankmayr E.: Optimized derivatization of acidic herbicides with trimethylsilyldiazomethane for GC analysis. „Journal of Separation Science”, 2008, 31, 746-752.
45. Jemmali Z., Chartier A., Dufresne C., Elfakir C.: Optimization of the derivatization protocol of pentacyclic triterpenes prior to their gas chromatography–mass spectrometry analysis in plant extracts. „Talanta”, 2016, 147, 35-43.
46. Bekele E.A., Annaratone C.E.P., Hertog M.L.A.T.M., Nicolai B.M., Geeraerd A.H.: Multi-response optimization of the extraction and derivatization protocol of selected polar metabolites from apple fruit tissue for GC–MS analysis. „Analytica Chimica Acta”, 2014, 824, 42-56.
47. Liu K.S: Preparation of fatty acid methyl esters for gas-chromatographic analysis of lipids in biological materials. „Journal of the American Oil Chemists’ Society”, 1994, 71, 1179-1187.
48. Kohn G., van der Ploeg P., Möbius M., Sawatzki G.: Influence of the derivatization procedure on the results of the gaschromatographic fatty acid analysis of human milk and infant formulae. „Zeitschrift für Ernährungswissenschaft”, 1996, 35, 226-234.
49. Ostermann A.I., Müller M., Willebberg I., Schebb N.H.: Determining the fatty acid composition in plasma and tissues as fatty acid methyl esters using gas chromatography – a comparison of different derivatization and extraction procedures. „Prostaglandins, Leukotrienes and Essential Fatty Acids”, 2014, 91, 235-241.
50. Wu C.H., Yang S.C., Wang Y.S., Chen B.G., Lin C.C., Liu R.H.: Evaluation of various derivatization approaches for gas chromatography–mass spectrometry analysis of buprenorphine and norbuprenorphine. „Journal of Chromatography A”, 2008, 1182, 93-112.

dr hab. Łukasz Haliński
Katedra Analizy Środowiska, Wydział Chemii, Uniwersytet Gdański

Czytaj także drugą część artykułu: Derywatyzacja w chromatografii gazowej. Ocena skuteczności procedur w analityce związków pochodzenia naturalnego i zanieczyszczeń środowiska